脂質(zhì)體介導是目前條件下最方便的轉染方法之一，適用于把DNA轉染入懸浮或貼壁培養細胞中，其轉染率高，優(yōu)于磷酸鈣法，比它高5～100倍，能把DNA和RNA轉染到各種細胞。
用LR進(jìn)行轉染時(shí)，首先需優(yōu)化轉染條件，應找出該批LR對轉染某一特定細胞適合的用量、作用時(shí)間等，對每批LR都要做：第一，先要固定一個(gè)DNA的量和DNA/LR混合物與細胞相互作用的時(shí)間，DNA可從1～5μg和孵育時(shí)間6小時(shí)開(kāi)始，按這兩個(gè)參數繪出相應LR需用量的曲線(xiàn)，再選用LR和DNA兩者最佳的劑量，確定出轉染時(shí)間(2～24小時(shí))。因LR對細胞有一定的毒性，轉染時(shí)間以不超過(guò)24小時(shí)為宜。

     脂質(zhì)體(lipofectin regeant,LR)試劑是陽(yáng)離子脂質(zhì)體N-[1-2，3-Dioleyoxy, Propyl]-n, n,n-Trimethylammonium Chloride(DOTMA)和Dioleoyl photidye-thanolamine(DOPE)的混合物[1:1(w/w)]。

     細胞種類(lèi)：COS-7、BHK、NIH3T3、Hela和Jurkat等任何一種細胞均可作為受體細胞。 

     方法一、操作步驟 

     1. 取6孔培養板(或用35mm培養皿)，向每孔中加入2mL含1～2×105 個(gè)液，37℃CO2 培養至40%～60%匯合時(shí)(匯合過(guò)分，轉染后不利篩選細胞)。 

     2. 轉染液制備：在聚苯乙稀管中制備以下兩液(為轉染每一個(gè)孔細胞所用的量)A液：用不含血清培養基稀釋1-10μg DNA，終量100μL，B液：用不含血清培養基稀釋2-50μgLR，終量100μL，輕輕混合A、B液，室溫中置10-15分鐘，稍后會(huì )出現微濁現象，但并不妨礙轉染(如出現沉淀可能因LR或DNA濃度過(guò)高所致，應酌情減量)。

     3. 轉染準備：用2mL不含血清培養液漂洗兩次，再加入1mL不含血清培養液。 

     4. 轉染：把A/B復合物緩緩加入培養液中，搖勻，37℃溫箱置6～24小時(shí)，吸除無(wú)血清轉染液，換入正常培養液繼續培養。 

     5. 其余處理如觀(guān)察、篩選、檢測等與其它轉染法相同。 

     注意：轉染時(shí)切勿加血清，血清對轉染效率有很大影響。 

     方法二、快速脂質(zhì)體轉染法 

     1. 以5×105 細胞/孔接種6孔板(或35mm培養皿)培養24小時(shí)，使其達到50～60%板底面積。 

     2. 在試管中配制DNA/脂質(zhì)體復合物方法如下： 

     ①在1mL無(wú)血清DMEM 中稀釋PSV2-neo質(zhì)粒DNA或供體DNA。 

     ②旋轉1秒鐘，再加入脂質(zhì)體懸液，旋轉。 

     ③室溫下放置5～10分鐘，使DNA結合在脂質(zhì)體上。 

     3. 棄去細胞中的舊液，用1mL無(wú)血清DMEM洗細胞一次后棄去，向每孔中直接加入1mL DNA/脂質(zhì)體復合物，37℃培養3～5小時(shí)。 

     4. 再于每孔中加入20%FCS的DMEM，繼續培養14～24小時(shí)， 

     5. 吸出DMEM/DNA/脂質(zhì)體混合物加入新鮮10%FCS的DMEM，2mL/孔，再培養24～48小時(shí)。 

     6. 用細胞刮或消化法收集細胞，以備分析鑒定。 

     方法三、穩定的脂質(zhì)體轉染 

     1. 接種細胞同前，細胞長(cháng)至50%板底面積可用于轉染。 

     2. DNA/脂質(zhì)體復合物制備轉染細胞同前2、3步驟。 

     3. 在每孔中加入1mL、20%FCS的DMEM，37℃培養48小時(shí)。 

     4. 吸出DMEM，用G418選擇培養液稀釋細胞，使細胞生長(cháng)一定時(shí)間，篩選轉染克隆 ，方法參照細胞篩選法進(jìn)行。